ZEISS Lattice Lightsheet 7

Name: ZEISS Lattice Lightsheet 7
Brand: ZEISS Lattice Lightsheet 7

Volumetrische Langzeitaufnahmen lebender Zellen

ZEISS Lattice Lightsheet 7 stellt die Lichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie für das Live Cell Imaging mit subzellulärer Auflösung zur Verfügung. Dabei können Sie weiterhin Ihre Standard-Zellkulturschalen verwenden. Mit diesem automatisierten, anwenderfreundlichen System wird die volumetrische Abbildung von subzellulären Strukturen und Dynamiken über Stunden und Tage bei optimalem Schutz vor phototoxischen Effekten für jeden verfügbar. Entdecken Sie die Dynamik des Lebens in noch nie dagewesener Detailtiefe und mit einer Leichtigkeit, die Sie nie für möglich gehalten hätten!

Lattice-Lichtblattmikroskopie im Fokus: Vergangenheit, Gegenwart und Zukunft

WILEY-Webinar | 28. April 2022

Nehmen auch Sie am WILEY-Webinar zur Lattice-Lichtblattmikroskopie teil und erfahren Sie mehr über die neuesten Entwicklungen dieser Technologie. Sie erhalten Berichte aus erster Hand von Forschern, die mit Lattice-Lichtblattmikroskopie volumetrische Langzeitaufnahmen lebender Zellen erstellt haben, und erfahren, wie diese Mikroskoptechnologie entwickelt wurde und was die nächste Generation von ZEISS Lattice Lightsheet 7 für Sie bereithält.

Erfahren Sie mehr

Die subzelluläre Dynamik des Lebens entdecken

Überraschend einfacher Zugriff
Untersuchen Sie lebende Proben direkt in Ihren Standard-Zellkulturschalen
So gut wie keine phototoxischen Effekte
Beobachten Sie die subzelluläre Dynamik des Lebens über Stunden und sogar Tage
Nahezu isotrope Auflösung
Geben Sie dreidimensionale Details im echten Maßstab wieder
Volumetrisches Imaging bei hoher Geschwindigkeit
Lassen Sie sich auf Ihrem Deckglas keine interessante Beobachtung mehr entgehen
Wirklich simultan zweifarbige Bildgebung
Eröffnen Sie neue Dimensionen für Ihre Experimente

Lattice Lichtblatt-Technologie ist jetzt zugänglich für jeden

Das schonende Lichtblatt-Imaging bei hoher Auflösung ist für die Untersuchung subzellulärer Prozesse von größter Bedeutung. Mit dem Lattice Lightsheet 7 ermöglicht ZEISS den überraschend einfachen Zugang zu den Vorteilen dieser fortschrittlichen Technologie. Sie können lebende Proben direkt auf den Standard-Zellkulturschalen untersuchen, die Sie bereits für die konfokale Mikroskopie verwenden, ohne Ihre gewohnte Probenvorbereitung anpassen zu müssen. Komplexe Kalibrierungen werden in diesem System automatisch durchgeführt, damit Sie Ihre volle Aufmerksamkeit auf Ihre Experimente richten können.

So gut wie keine Phototoxizität oder Photobleaching

Sie wollen die Dynamik des Lebens in subzellulärer Auflösung beobachten und untersuchen, wie sich feinste Strukturen im Laufe der Zeit verändern. Ihre bildgebenden Systeme stoßen jedoch schnell an ihre Grenzen, weil sie zu invasiv sind und das, was Sie beobachten, zerstören. Die Lattice-Technologie des ZEISS Lattice Lightsheet 7 hingegen passt sich automatisch an die empfindlichen Proben an. Das reduziert Photobleaching und Phototoxizität deutlich, sodass Ihre Experimente über Stunden und sogar Tage fortgesetzt werden können. Die kontrollierte Inkubationsumgebung und ein integrierter Autoimmersionsmechanismus machen auch unbeaufsichtigte Langzeitexperimente möglich.

Video: LLC-PK1-Zelle bei der Mitose. Die Zellen exprimieren H2B-mCherry (cyan) und α-Tubulin-mEGFP (magenta) und wurden über einen Zeitraum von 25 Stunden aufgezeichnet.

Volumetrisches Imaging bei hoher Geschwindigkeit

Die extrem schnelle Bildaufnahme des ZEISS Lattice Lightsheet 7 kann bis zu drei Volumenscans pro Sekunde in jedem Farbkanal aufnehmen. Mit dieser hohen zeitlichen Auflösung entgeht Ihnen auf Ihrem Deckglas kein interessantes Ereignis mehr. Die nahezu isotrope räumliche Auflösung entlang der X-, Y- und Z-Achse erzeugt dreidimensionale Bilder, in denen detaillierte Strukturen in verzerrungsfreien Proportionen wiedergegeben werden. Zwei Kameras und der speziell konzipierte Anregungsstrahlengang ermöglichen die wirklich simultane Bildaufnahme in zwei Farben. Auch drei Farben können quasi simultan dargestellt werden.

Video: Mit mEmerald-TOMM20 und tdTomato-Calreticulin transient transfizierte COS-7-Zelle. Das Beispiel zeigt das ER, das sich um Mitochondrien legt und die mitochondriale Teilung unterstützt.

Die Technologie dahinter

Das Prinzip der Lattice Lichtblatt-Mikroskopie

Die Lichtblattmikroskopie (auch Gaußsche Lichtblattmikroskopie genannt) ist allgemein für schonende Imaging-Bedingungen bei hervorragender Aufnahmegeschwindigkeit bekannt. Das bahnbrechende Konzept der Entkopplung von Anregung und Detektion erlaubt es, nur den Teil der Probe zu beleuchten, der sich in der Fokusebene des Detektionsobjektivs befindet. Wenn Sie das Lichtblatt im Verhältnis zur Probe bewegen und ein Bild pro Fokusebene aufnehmen, können Sie volumetrische Daten erfassen, ohne die unscharfen Probenbereiche zu belichten.

Bei der konventionellen (Gaußschen) Lichtblattmikroskopie werden Fluoreszenzanregung und -detektion in zwei getrennte Lichtwege geteilt, wodurch ein inhärenter optischer Schnitt erzeugt werden kann, indem Fluoreszenz nur in der im Fokus befindlichen Ebene angeregt wird.

Die Lattice Lichtblatt-Mikroskopie vereint die Vorteile der Lichtblattmikroskopie mit einer nahezu isotropen Auflösung im konfokalen Bereich. Die fortschrittliche Strahlformungstechnologie erzeugt gitterförmige Lichtblätter, die deutlich dünner sind als standardmäßige Gaußsche Lichtblätter und somit eine höhere Auflösung bei vergleichbarer Imaging-Geschwindigkeit bieten. Die Gitterstruktur des Lichtblatts wird mit einem räumlichen Lichtmodulator (Spatial Light Modulator, SLM) erzeugt. Scanner rastern die Gitterstruktur über das sogenannte Dithering-Verfahren zu einem glatten Lichtblatt, welches dann durch die Probe projiziert wird.

Prinzip der Lattice Lichtblatt-Mikroskopie

Die Lattice Lichtblatt-Mikroskopie überwindet die Grenzen der Gauß-Strahlen (begrenzte optische Schnittmethode, begrenztes Sehfeld) und Bessel-Strahlen (starke Ringe, Anregung von unscharfer Fluoreszenz), indem lange und dünne Lichtblätter erzeugt werden, um eine subzelluläre Auflösung zu erreichen.

Die Implementierung der Lattice Lichtblatt-Mikroskopie durch ZEISS

Bei der Entwicklung des Lattice Lightsheet 7 hat ZEISS besonderes Augenmerk auf die Benutzerfreundlichkeit und die Kompatibilität mit gängigen Techniken der Probenvorbereitung gelegt. Eine inverse Konfiguration ist die wichtigste Voraussetzung, um die Verwendung von Zellkulturschalen für die hochauflösende Mikroskopie zu ermöglichen. Die Herausforderungen, die sich aus einer inversen Konfiguration ergeben, sind hauptsächlich die Abweichungen im Brechungsindex: Weil die Fluoreszenz von der Probe emittiert wird, durchläuft sie wässrige Zellkulturmedien, ein gekipptes Deckglas und eine Wasserimmersion, bevor sie das Detektionsobjektiv erreicht.

Unerreichte ZEISS Optiken

Spezielle proprietäre optische Elemente von ZEISS im Detektionsstrahlengang^* kompensieren Abweichungen des Brechungsindexes und ermöglichen es Ihnen, Proben so einfach und schnell wie mit einem konfokalen Mikroskop abzubilden.

Schematische Darstellung des Objektträgers und des Kernoptikmoduls mit Anregungsobjektiv (1), Meniskuslinse (2) und Detektionsobjektiv mit Freiformoptik (3). Die Beispiele zeigen die Abbildung ohne (A) und mit Korrektur der Änderungen des Brechungsindexes (B).

Produktmerkmale

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Inkubationskammer

Inkubationskammer mit einer standardmäßigen 35-mm-Schale.

Verwendung von Standard-Zellkulturschalen

Inkubationskammer mit einer standardmäßigen 35-mm-Schale.

Ohne Ihre gewohnte Probenvorbereitung anpassen zu müssen, können Sie lebende Proben direkt auf den Objektträgern untersuchen, die Sie bereits für die konfokale Mikroskopie verwenden. ZEISS Lattice Lightsheet 7 kann mit allen Standard-Zellkulturschalen mit einem Boden-Deckglas der Stärke 1,5 verwendet werden:

Objektträger
35-mm-Schalen
Kammerobjektträger
Multiwellplatten

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – LED Illumination

Eine schonende Transmissionsbeleuchtung sorgt dafür, dass Ihre Probe schnell gefunden wird.

Schnelle und schonende Probenlokalisierung

Eine schonende Transmissionsbeleuchtung sorgt dafür, dass Ihre Probe schnell gefunden wird.

Mit den integrierten Transmissions-LEDs und der schrägen Beleuchtung, die einen DIC-ähnlichen Kontrast bieten, können Sie Ihre Probe leicht lokalisieren. Für eine schonendere Beleuchtung kann bei Bedarf von weißen zu roten Transmissions-LEDs gewechselt werden. Und bei Langzeitbeobachtungen können Sie einen Durchlichtkanal zusätzlich hinzufügen.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – 5-Achsen-Tisch

Der 5-Achsen-Tisch kombiniert höchste Präzision und Geschwindigkeit mit einem großen Verfahrbereich für das Imaging von Multiwellplatten.

Automatische Probennivellierung

Ein 5-Achsen-Tisch kombiniert höchste Präzision und Geschwindigkeit mit einem großen Verfahrbereich für das Imaging von Multiwellplatten.

Der speziell für dieses System entwickelte, einzigartige 5-Achsen-Tisch ermöglicht nicht nur die Bewegung entlang der X-, Y- und Z-Achse, sondern auch die Kippung in X und Y mit höchster Präzision. Dadurch werden selbst kleinste Abweichungen der Zellkulturschalen-Abmessungen oder der Probenposition ausgeglichen. Die Nivellierung Ihrer Probe erfolgt automatisch, was Sie von mühsamen manuellen Verfahren entlastet.

Schematische Darstellung des ZEISS Lattice Lightsheet 7-Strahlengangs (zum Vergrößern anklicken).

Automatische Ausrichtung aller optischen Elemente

Schematische Darstellung des ZEISS Lattice Lightsheet 7-Strahlengangs (zum Vergrößern anklicken).

Um ideale Imaging-Ergebnisse zu erzielen, muss das Lattice Lichtblatt an jede Probe angepasst werden. Deshalb hat ZEISS eine automatische Ausrichtung aller optischen Elemente implementiert, wodurch zeitaufwändige manuelle Einstellungen entfallen. Das innovative Design des Anregungsstrahlengangs ermöglicht einen schnellen Wechsel der Laserlinien, ohne dass dies eine Umprogrammierung des Spatial Light Modulator (SLM) erforderlich macht. Dadurch wird die nahezu gleichzeitige Erfassung von mehrkanaligen Datensätzen ermöglicht, sodass Ihnen keine Ereignisse in Ihrer Probe entgehen.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Dual-Kamera-Konfiguration

Dual-Kamera-Konfiguration bei ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Verdoppelte zeitliche Auflösung mit zwei Kameras

Dual-Kamera-Konfiguration bei ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Das innovative Design des Anregungsstrahlengangs ermöglicht die simultane Anregung der Probe mit mehreren Laserlinien. In Kombination mit zwei ORCA-Fusion-Kameras von Hamamatsu ist so ein wirklich simultanes Imaging von zwei Kanälen möglich – das ist ausschlaggebend für eine Vielzahl von Anwendungen, z. B. ratiometrische Experimente. Mit dem Dual-Kamera-System können auch Einzel-Bandpassfilter vor jeder der beiden Kameras genutzt werden, um die Signalüberlagerung zu minimieren und so ultraklare Ergebnisse zu erzielen, ohne Abstriche bei der Schnelligkeit hinnehmen zu müssen.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Autoimmersion

Ausrüstung für die Autoimmersion mit ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Unbeaufsichtigte Langzeitexperimente

Ausrüstung für die Autoimmersion mit ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Inkubation

Ein integriertes Inkubationssystem sorgt für Langzeitstabilität bei sich verändernden Umgebungsbedingungen. Das Mikroskop steuert und überwacht die Temperatur, CO₂ und O₂ -Werte sowie Luftfeuchtigkeit automatisch, um die Integrität Ihrer Probe während der Experimente aufrecht zu erhalten. Der Deckel mit Glasfenster ermöglicht einen schnellen und einfachen Zugriff auf die Probe, damit sie während eines Versuchdurchlaufs leichter überprüft werden kann.

Autoimmersion

Nach dem Entlüften des Wasserimmersionssystems wird die Immersion entsprechend der Anforderungen des Experiments erneuert. Das Zuführen des Immersionsmediums ist softwaregesteuert, sodass Sie sich keine Sorgen machen müssen, dass die Bildaufnahme gestört wird. Das Reservoir ist vor Beleuchtung geschützt, um ein Bakterienwachstum zu vermindern. Die Objektive sind von dem zugeführten Immersionsmedium abgeschirmt, daher bleiben sie trocken, selbst wenn ein Überschuss an Wasser hinzugefügt würde.

Typische Anwendungen

Typische Anwendung	Typische Proben	Aufgaben
Live Cell Imaging	Adhärente Zellen Suspensionszellen	Volumetrisches Imaging subzellulärer Prozesse mit hoher Geschwindigkeit: Organellenmorphologie und -dynamik, Interaktionen zwischen Organellen, vesikulärer Transport Volumetrisches Imaging der Membrandynamik Volumetrisches Imaging von Immunzellen wie T-Zell-Mobilität und -Aktivierung Schonendes Imaging von lebenden Zellen über Stunden bis Tage mit minimaler Phototoxizität und Photobleaching Assays zur Zellproliferation und Apoptose
3D-Zellkultur	Sphäroide Organoide Zysten Zellen im Hydrogel	Live-Imaging von Sphäroiden oder Organoiden mit Durchmessern von bis zu 200 μm Organoide Selbstorganisation Zellmigration und Proliferation in Organoiden Imaging von Zell-Zell-Interaktionen, 3D-Organisation, Migration und Morphologie In-vitro-Imaging neuronaler Aktivität
Kleine, sich entwickelnde Organismen	Zebrafisch-Embryonen C. elegans-Embryonen Drosophila-Embryonen	Differenzierung von Strukturdetails in 3D mit nahezu isotroper Auflösung Schnelles Imaging der zellulären und subzellulären Dynamik in Embryonen und kleinen Organismen mit einem Durchmesser von bis zu 100 μm Zellmigration, Zell-Zell-Interaktion, Zellzyklus, vesikulärer Transport
Eizellen		Live-Imaging von ganzen Eizellen in 3D mit subzellulärer Detailtiefe
Expandierte Proben		Mit Gel auf Wasserbasis expandierte Proben

Lattice Lightsheet 7 in der Anwendung

Lamin-B1 im Einsatz

Lamin-B1 lokalisiert sich an der Kernhülle und ist am Abbau und der Neubildung der Kernhülle während der Mitose beteiligt. Während mitotischer Ereignisse in unterschiedlichen Stadien des Zellzyklus wurde bei vielen verschiedenen Zelltypen häufig die Bildung von sogenannten „Kerninvaginationen“ festgestellt. Kerninvaginationen können sich als röhrenförmige Strukturen manifestieren, die von der Kernhülle ausgehen und den Zellkern durchqueren. Obwohl über diese einzigartigen Strukturen schon häufig berichtet wurde, wurden die meisten Untersuchungen bisher mit fixierten Zellen durchgeführt. Trotz zahlreicher Hypothesen ist die Funktion dieser Strukturen folglich weitgehend unbekannt.

Dieser Datensatz wurde mit einer Zelllinie des Allen Institute for Cell Science in Seattle aufgezeichnet: menschliche induzierte pluripotente Stammzellen, die endogen mEGFP-markiertes Lamin-B1 exprimieren (AICS-0013). Die Aufzeichnung des Experiments erfolgte über fast 8 Stunden, wobei alle 1,5 Minuten ein Volumen aufgenommen wurde. Zellen, die eine Mitose durchlaufen, können über die gesamte Dauer beobachtet werden. In den meisten Zellen kann die Bildung und Dynamik von Kerninvaginationen über den gesamten Zellzyklus deutlich beobachtet werden.

Eine schonende Beleuchtung ist für das Imaging der Mitose entscheidend, da dieser Prozess extrem empfindlich und lichtempfindlich ist. Um die Replikation geschädigter DNA zu verhindern, stoppen die Zellen die Mitose, sobald eine Schädigung durch Anregungslicht vorliegt. Um mitotische Ereignisse über längere Zeiträume abbilden zu können, ist die schonende Bildgebung des Lattice Lightsheet 7 und ein äußerst stabiles System erforderlich. Das schnelle volumetrische Imaging in Kombination mit der nahezu isotropen Auflösung ermöglichen es, die Probe aus jedem Winkel zu betrachten und jedes Detail einzigartiger subzellulärer Strukturen zu untersuchen. Das ZEISS Lattice Lightsheet 7 ist das ideale Gerät für anspruchsvolle Experimente wie dieses. Anwendungen, die vorher als unmöglich galten, werden möglich – und dank der hohen Benutzerfreundlichkeit gilt dies auch für Ihre Forschung.

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Subzelluläre Dynamik bei höchster Volumengeschwindigkeit

Mit mEmerald-Calnexin und EB3-tdTomato transient transfizierte COS-7-Zellen. EB3 markiert die wachsenden Enden der Mikrotubuli und ist für die Regulation der Mikrotubuli-Dynamik erforderlich. Calnexin ist ein Protein des ER, in dem Proteine synthetisiert werden. Ein Volumen alle 7 Sek.; kontinuierliches Imaging über 24 Min. Abgebildetes Volumen: 118 × 113 × 22 μm³. 240.600 Bilder, 401 Volumenebenen für 300 Zeitpunkte.

Zeitrafferfilm, der die Dynamik einer U2OS-Zelle zeigt, die stabil Actin-GFP exprimiert (Zytoskelett, cyan). Die Zellen wurden außerdem mit MitoTracker™ Red CMXRos (Mitochondrien, grün) und Draq 5 (Nukleus, magenta) markiert.

Ergebnis kontinuierlichen Imagings einer U2OS-Zelle in der Mitose, die Lifeact-tdTomato exprimiert. Maximumintensitätsprojektion. Die Zelle wurde über 2,5 Std. konstant abgebildet; ein Volumen (113 × 90 ×11 μm³) alle 2,2 Sek. Insgesamt wurden 1.404.000 Bilder aufgezeichnet; 351 Volumenebenen für 4.000 Zeitpunkte.

COS-7-Zellen, transfiziert mit ER-gebundenem StayGold-Fluoreszenzprotein. Maximumintensitätsprojektion. Kontinuierlich über 40 Min. mit 1 ms Belichtungszeit aufgenommen. 802.000 Bilder insgesamt. Ein Volumen (105 × 56 × 14 μm³) alle 1,1 Sek.
Probe mit freundlicher Genehmigung: Miyawaki Atsushi, RIKEN Institute, Japan

Mit mEmerald-Rab5a und tdTomato-Golgi-7 transient transfizierte COS-7-Zelle. Golgi-7 ist ein Protein, das mit dem Golgi und den Golgi-Vesikeln assoziiert ist. Rab5a ist ein früher Endosomenmarker. Das Tracking von Vesikeln in 3D mit nahezu isotroper Auflösung wird Realität. Das Tracking wurde in arivis Vision4D^® durchgeführt.

Mit MitoTracker Green FM (grün) eingefärbte U2OS-Zellen, die Lifeact-tdTomato exprimieren. Oberer Bildabschnitt: mit Einzelkamera-Konfiguration. Unterer Bildabschnitt: mit Dual-Kamera-Konfiguration. Die Signalüberlagerung ist auf ein Minimum reduziert. Zusätzlich dazu können zweimal so viele Bilder aufgenommen werden, wodurch auch die zeitliche Auflösung verdoppelt wird.

T-Zelle exprimiert Lifeact-GFP. Farbcodierte Tiefenprojektion und Maximumintensitätsprojektion im direkten Vergleich. Die T-Zelle wurde über 1 Std. lang konstant abgebildet; ein Volumen alle 2,5 Sek. Probe mit freundlicher Genehmigung von M. Fritzsche, University of Oxford, UK.

Zuverlässige Untersuchung von Kolokalisation

Um bei der Untersuchung von Kolokalisationen keinen Irrtümern aufzuliegen, müssen Sie Signalüberlagerungen ausschließen können. Wenn Sie sich aus diesem Grund dafür entscheiden, Einzel-Bandpassfilter einzusetzen, bedeutet dies jedoch einen Filterwechsel während des Imagings – dadurch wird die Bildgebung so sehr verlangsamt, dass erhebliche Verschiebungen zwischen Strukturen entstehen können, die sich eigentlich überlagern. Damit können Sie sich niemals vollständig auf Ihre Ergebnisse zur Kolokalisation und die beobachteten Interaktionen verlassen. Das Dual-Kamera-System befreit Sie aus dieser Zwickmühle und sorgt dafür, dass Sie sich auf die erfassten Daten und die daraus gewonnenen Ergebnisse und Erkenntnisse verlassen können.

Mit MitoTracker Green FM (grün) und MitoTracker Red CMXRos (magenta) eingefärbte U2OS-Zellen. Beide Farbstoffe dienen der Lokalisation von Mitochondrien und sollten daher immer kolokalisieren. Links: mit Einzelkamera-Konfiguration. Eine Verzögerung der Aufnahmezeiten zwischen den beiden Kanälen sorgt für eine räumliche Verschiebung der Strukturen. Rechts: Dual-Kamera-Konfiguration. Wie erwartet überlagern sich die Strukturen komplett. Während in der Einzelkamera-Konfiguration nur 16 Zeitpunkte aufgezeichnet werden konnten, wurden hier in derselben Zeitspanne 60 Zeitpunkte aufgenommen.

Ratiometrische Experimente

Um das mitochondriale Membranpotential zu untersuchen, wurde das Fluoreszenz-Intensitätsverhältnis von MitoTracker Green FM und MitoTracker Red CMXRos analysiert. Nur die Aufnahme von MitoTracker Red CMXRos ist vom Membranpotential abhängig; MitoTracker Green FM dient zur Messung der mitochondrialen Masse und funktioniert unabhängig vom mitochondrialen Membranpotential, sodass es als interne Referenz herangezogen werden kann. Damit ist das Fluoreszenz-Intensitätsverhältnis der zwei Farbstoffe ein relativer Messwert des mitochondrialen Membranpotentials.

Mit MitoTracker Green FM (grün) und MitoTracker Red CMXRos (magenta) eingefärbte U2OS-Zelle.

Fluoreszenz-Intensitätsverhältnis von MitoTracker Green FM und MitoTracker Red CMXRos.

Entwicklung des Lebens in frühen Stadien | Eizellen

Fixierte Eizellen aus Keimbläschen der Maus, Färbung der Kernhülle (Anti-Lamin, cyan), Aktin (Phalloidin, magenta) und Mikrotubuli (Anti-Tubulin, gelb). Das Sinc3 15 × 650 Lattice Lichtblatt wurde für das hochauflösende Imaging von Mikrotubuli- und Aktinstrukturen verwendet. Folgen Sie der 3D-Struktur der Mikrotubuli im Film. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

Fixierte Eizellen aus Keimbläschen der Maus, Färbung der Kernhülle (Anti-Lamin, cyan), Aktin (Phalloidin, magenta) und Mikrotubuli (Anti-Tubulin, gelb). Das Sinc3 100 × 1.800 Lattice Lichtblatt wurde für das Imaging der gesamten Eizelle verwendet. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

Lebende Maus-Eizellen, arretiert in der Metaphase II und Färbung der Mitochondrien (cyan), Mikrotubuli (magenta) und Chromosomen (gelb). Probe: Mit freundlicher Genehmigung von C. So, MPI Göttingen, Deutschland.

Die Entwicklung des Lebens kleiner, sich entwickelnder Organismen | Zebrafisch

Zebrafisch-Embryo mit transgenem DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Fusionsprotein angetrieben durch ein Transgen, das die endogenen regulatorischen Regionen enthält, Expression in der Schwanzknospe und dem präsomitischen Mesoderm. Das Signal ist im Zellkortex und in den Pünktchen sichtbar, die den Transportvesikeln entsprechen (grün). Zellkerne in magenta. Der Embryo wurde 5 Minuten lang konstant abgebildet; ein Volumen (150 × 50 × 90 μm³) alle 8 Sekunden. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

Hochgeschwindigkeitsfilm eines Zebrafisch-Embryos. Volumetrisches Imaging von transportierenden mRNA-Molekülen (grün). Zellkerne werden in magenta dargestellt. Die Daten werden als Maximumintensitätsprojektion angezeigt. Alle 2,5 Sek. wurde ein Volumen (86 × 80 × 12 μm³) aufgezeichnet. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

Transportierende mRNA-Moleküle wurden in arivis Vision4D^® verfolgt. Die Bewegung des Zebrafisch-Embryos wurde zunächst anhand einer Zellkern-Referenzspur korrigiert. Anschließend wurden einzelne mRNA-Moleküle im Zeitverlauf verfolgt, um Statistiken wie Geschwindigkeit und Richtungsabhängigkeit zu erhalten. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von Prof. Andrew Oates, EPFL, Schweiz.

Die Entwicklung des Lebens kleiner, sich entwickelnder Organismen | C. elegans-Embryonen

C. elegans-Embryo mit eingefärbten Zellkernen. Der Film zeigt eine farbkodierte Tiefenprojektion des Embryos. Der Embryo wurde mehr als 10 Minuten lang konstant abgebildet; ein Volumen alle 700 ms. Abgebildetes Volumen: 115 × 50 × 30 μm³. Insgesamt wurden 101.000 Bilder aufgezeichnet; 101 Volumenebenen für 1000 Zeitpunkte. Kundenprobe.

C. elegans-Embryo mit eingefärbten Zellkernen. Der Film zeigt eine farbkodierte Tiefenprojektion des Embryos. Der Embryo wurde mehr als 19 Stunden lang alle 5 Minuten abgebildet und kann dabei beobachtet werden, wie er seinen normalen Schlaf-Wach-Zyklus durchläuft. Abgebildetes Volumen: 115 × 50 × 30 μm³. Insgesamt wurden 23.836 Bilder aufgezeichnet; 101 Volumenebenen für 236 Zeitpunkte. Kundenprobe.

C. elegans-Embryo im späten Bohnenstadium (ca. 400 min nach der Befruchtung) mit ca. 560 Zellkernen, die mit HIS-58::mCherry (magenta) und Zentriolen, die mit GFP::SAS-7 (grün) markiert sind. Mitosierende Zellen zeigen ein kondensiertes Signal von HIS-58::mCherry und Zentriolen an den Spindelpolen. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von N. Kalbfuss, Göncy Lab EPFL, Schweiz.

Heranreifendes Leben kleiner, sich entwickelnder Organismen | Drosophila-Embryo

Drosophila melanogaster ist in vielen Forschungsbereichen wie der biomedizinischen Forschung ein Modellorganismus. Den Forschern stehen zahlreiche gentechnisch veränderte Varianten zur Verfügung. Dieses Video zeigt die Entwicklung eines Drosophila-Embryo mit GFP-Markierung. Insgesamt wurden 91.100 Bilder, 911 Volumenebenen und 100 Zeitpunkte aufgezeichnet. Ein Volumen alle 15 Sekunden; Imaging-Dauer 25 Min., Imaging-Volumen: 300 × 455 × 145 μm³.

Entwicklung von 3D-Zellmodellen

Sphäroide und Organoide sind In-vitro-Modelle von Organen – viel kleiner und einfacher, aber einfach herzustellen und damit für Entwicklungsbiologen ein unschätzbares Instrument für die Untersuchung der Organentwicklung. Im Gegensatz zu Zellkulturen, die in der Regel nur aus einer Monoschicht von Zellen bestehen, bilden Zellen in sphäroiden/organoiden dreidimensionale Strukturen, die die Untersuchung von Zellmigration und -differenzierung in 3D-Zellmodellen ermöglichen. Mit der Lattice Lichtblatt-Mikroskopie wird das Imaging der Entwicklung und Selbstorganisation von Organoiden Realität. Hier sehen wir eine 3D-Darstellung eines Sphäroids bestehend aus Zellen, die H2B-mCherry (cyan) und α-Tubulin-mEGFP (magenta) exprimieren. Nicht jede Zelle ist markiert.

Entwicklung von Pflanzen und Pflanzensamen | Pollenkorn & Pollenschlauch

Beobachten Sie die mitochondriale Dynamik im Inneren des Pollenschlauchs. Die Mitochondrien bewegen sich an den Rändern zur Spitze hin und in der Mitte der Röhre zurück. Während des Transports fusionieren und teilen sich die Mitochondrien ständig für Reparaturprozesse und zur Teilung und Verteilung biologischer Moleküle. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von R. Whan, UNSW, Sydney, Australien.

Pollenschlauch – Färbung der Mitochondrien (MitoTracker Green, grün) und Lysosomen (Lysotracker Red, rot). Beobachten Sie, wie sich der Pollenschlauch aus dem Riss im Pollenkorn ausdehnt (sichtbar durch seine Autofluoreszenz). Die Mitochondrien dringen nicht ganz bis zur Spitze des Pollenschlauches vor, sondern halten einige Mikrometer vor der Spitze an. Das Rendering des Datensatzes erfolgte in arivis Vision4D^®. Probe: Mit freundlicher Genehmigung von R. Whan, UNSW, Sydney, Australien.